Дубильными веществами (танидами) называют растительные высокомолекулярные фенольные соединения, способные осаждать белки и обладающие вяжущим вкусом.
Термин “дубильные вещества” сложился исторически, благодаря способности этих соединений превращать сырую шкуру животных в прочную кожу, устойчивую к воздействию влаги и микроорганизмов. Использовать этот термин официально предложил в 1796 г Сеген для обозначения в экстрактах некоторых растений веществ, способных осуществлять процесс дубления.
Дубление - это сложное химическое взаимодействие танидов с молекулами коллагена - основного белка соединительной ткани. Дубящими свойствами обладают многоядерные фенолы, содержащие в молекуле более одного гидроксила. При плоском расположении танида на белковой молекуле между ними возникают устойчивые водородные связи:
Фрагмент молекулы белка Фрагмент молекулы танида
Прочность взаимодействия танида с белком зависит от числа водородных связей и лимитируется величиной молекулы полифенольного соединения. Молекулярная масса дубильных веществ может составлять до 20 000. При этом на 100 единиц молекулярной массы в танидах приходится по 1-2 фенольные оксигруппы. Поэтому количество образующихся водородных связей многочисленно и процесс дубления является необратимым. Гидрофобные радикалы, ориентированные во внешнюю среду, делают кожу недоступной для влаги и микроорганизмов.
Не все дубильные вещества способны к истинному дублению. Этим свойством отличаются соединения, имеющие молекулярную массу 1 000 и более. Полифенольные соединения с массой менее 1 000 не способны дубить кожу и обладают только вяжущим действием.
Дубильные вещества очень широко применяются в промышленности. Достаточно сказать, что мировое производство танидов превышает 1 500 000 тонн в год, а доля растительных танидов составляет до 50-60% от общего количества.
Распространение в растительном мире и роль дубильных веществ в растениях. Дубильные вещества широко встречаются у представителей покрыто- и голосемянных, водорослей, грибов, лишайников, в плаунах и папоротниках. Они содержатся во многих высших растениях, особенно двудольных. Наибольшее их количество выявлено в ряде представителей семейств Fabaceae, Myrtaceae, Rosaceae, Anacardiaceae, Fagaceae, Polygonaceae.
Дубильные вещества в растении находятся в клеточных вакуолях и при старении клеток адсорбируются на клеточных стенках. В больших количествах накапливаются в подземных органах, коре, но могут быть в листьях и плодах.
Дубильные вещества выполняют в растениях в основном защитные функции. При механическом повреждении тканей начинается усиленное образование дубильных веществ, сопровождающееся их окислительной конденсацией в поверхностных слоях, защищая тем самым растение от дальнейшего повреждения и негативного влияния болезнетворных микроорганизмов. Благодаря большому количеству фенольных гидроксилов дубильные вещества обладают выраженными бактериостатическими и фунгицидными свойствами, предохраняя тем самым растительные организмы от различных заболеваний.
Классификация дубильных веществ. В 1894 г. Г. Проктер, изучая конечные продукты пиролиза дубильных веществ, обнаружил 2 группы соединений - пирогалловые (образуется пирогаллол) и пирокатехиновые (при разложении образуется пирокатехин):
К. Фрейденберг в 1933 г. уточнил классификацию Г. Проктера. Он, как и Проктер, классифицировал дубильные вещества по конечным продуктам их распада, но не в условиях пиролиза, а при кислотном гидролизе. В зависимости от способности к гидролизу К. Фрейденберг предложил выделить две группы дубильных веществ:гидролизуемые и конденсированные. В настоящее время более часто пользуются класификацией К. Фрейденберга.
К группе гидролизуемых дубильных веществ относятся соединения, построенные по типу сложных эфиров и распадающиеся при кислотном гидролизе на составляющие компоненты. Центральным звеном чаще всего бывает глюкоза, реже - другие сахара или алициклические соединения (например, хинная кислота). Спиртовые гидроксилы центрального остатка могут быть связаны эфирной связью с галловой кислотой, образуя при этом группу галлотанинов , или эллаговой кислотой, образуя группу эллаготанинов .
Галлотанины - эфиры галловой кислоты, наиболее часто встречаемые в группе гидролизуемых дубильных веществ. Существуют моно-, ди-, три-, тетра-, пента- и полигаллоильные эфиры. Представителем моногаллоильных эфиров является b-D-глюкогаллин:
Примером полигаллоильных эфиров может служить китайский танин, структура которого впервые была установлена в 1963 г. Хэуорсом:
Эллаготанины являются сложными эфирами сахара и эллаговой кислоты или ее производными. Эллаговая кислота образуется при окислении двух молекул галловой кислоты до гексаоксидифеновой, которая тотчас же образует лактон – эллаговую кислоту:
Как и в предыдущем случае, сахарным компонентом эллаготанинов чаще всего выступает глюкоза.
Несахарные эфиры галловых кислот представляют собой сложные эфиры галловой кислоты и несахарного компонента, такого как хинная кислота, оксикоричная и др. Примером данной группы веществ может служить 3,4,5-тригаллоилхинная кислота.
Конденсированные дубильные вещества отличаются от гидролизуемых тем, что при кислотном гидролизе не происходит их расщепления на составляющие компоненты, а наоборот, под действием минеральных кислот образуются плотные красно-коричневые продукты полимеризации - флобафены.
Конденсированные дубильные вещества образованы главным образом катехинами и лейкоцианидинами, и, гораздо реже, другими восстановленными формами флавоноидов. Конденсированные дубильные вещества не относятся к группе «Гликозиды»: в конденсированных дубильных веществах сахарный компонент отсутствует.
Образование конденсированных дубильных веществ может происходить двумя путями. К. Фрейденберг (30-е годы XX в) установил, что образование конденсированных дубильных веществ - это неферментативный процесс аутоконденсации катехинов или лейкоцианидинов (или их перекрестная конденсация) в результате воздействия кислорода воздуха, тепла и кислой среды. Аутоконденсация сопровождается разрывом пиранового кольца катехинов и С-2 углеродный атом одной молекулы соединяется углерод-углеродной связью с С-6 или С-8 углеродным атомом другой молекулы. При этом может образовываться достаточно протяженная цепь:
По мнению другого ученого - Д. Хатуэя, конденсированные дубильные вещества могут образовываться в результате ферментативной окислительной конденсации молекул по типу “голова к хвосту” (кольцо А к кольцу В) или “хвост к хвосту” (кольцо В к кольцу В):
В растениях, содержащих конденсированные дубильные вещества, обязательно есть их предшественники - свободные катехины или лейкоцианидины. Часто встречаются смешанные конденсированные полимеры, состоящие из катехинов и лейкоцианидинов.
Как правило, в растениях одновременно присутствуют дубильные вещества как конденсированной, так и гидролизуемой групп.
Физико-химические свойства дубильных веществ . Дубильные вещества отличаются высокой молекулярной массой - до 20 000. Природные дубильные вещества, за небольшим исключением, известны до настоящего времени только в аморфном состоянии. Причина этого заключается в том, что эти вещества представляют собой смеси соединений, сходные по химической структуре, но различающиеся по молекулярной массе.
Дубильные вещества - это желтые или бурые соединения, образующие в воде коллоидные растворы. Растворимы в этаноле, ацетоне, бутаноле и не растворимы в растворителях с выраженной гидрофобностью - хлороформе, бензоле и т.п.
Галлотанины плохо растворимы в холодной воде и относительно хорошо - в горячей.
Дубильные вещества обладают оптической активностью, легко окисляются на воздухе.
Благодаря наличию фенольных гидроксилов осаждаются солями тяжелых металлов и образуют окрашенные соединения с Fe +3 .
Выделение дубильных веществ из растительного сырья. Поскольку дубильные вещества представляют собой смесь различных полифенолов, их выделение и анализ представляет определенную трудность.
Часто для получения суммы дубильных веществ сырье экстрагируют горячей водой (дубильные вещества плохо растворимы в холодной воде) и охлажденную вытяжку обрабатывают органическим растворителем (хлороформ, бензол и др.) для удаления липофильных веществ. Затем дубильные вещества осаждают солями тяжелых металлов с последующим разрушением комплекса серной кислотой или сульфидами.
Для получения фракции дубильных веществ, сходных по химической структуре, можно использовать экстракцию сырья диэтиловым эфиром, метиловым или этиловым спиртами с предварительным удалением липофильных компонентов с помощью растворителей с выраженной гидрофобностью – петролейным эфиром, бензолом, хлороформом.
Широко распространено выделение некоторых компонентов дубильных веществ осаждением из водных или водно-спиртовых растворов солями свинца. Полученные осадки затем обрабатывают разбавленной серной кислотой.
При выделении индивидуальных компонентов дубильных веществ используют хроматографические методы: адсорбционную хроматографию на целлюлозе, полиамиде; ионообменную на различных катионитах; распределительную на силикагеле; гельфильтрацию на молекулярных ситах.
Идентификацию индивидуальных компонентов дубильных веществ проводят с помощью хроматографии на бумаге или в тонком слое сорбента, с помощью спектрального анализа, качественных реакций и изучения продуктов расщепления.
Качественный анализ дубильных веществ . Качественные реакции на дубильные вещества можно разделить на две группы: реакции осаждения и цветные реакции. Для проведения качественных реакций сырье, чаще всего, экстрагируют горячей водой.
Реакции осаждения. 1. При взаимодействии дубильных веществ с 1% раствором желатина, приготовленном на 10% растворе натрия хлорида, образуется осадок или возникает помутнение раствора. При добавлении избытка желатина помутнение исчезает.
2. Таниды дают обильные осадки с алкалоидами (кофеин, пахикарпин), а также некоторыми азотистыми основаниями (уротропин, новокаин, дибазол).
3. При взаимодействии с 10% раствором уксуснокислого свинца дубильные вещества гидролизуемой группы образуют хлопьевидный осадок.
4. Дубильные вещества конденсированной группы образуют хлопьевидный осадок в реакции с бромной водой.
Цветные реакции. Дубильные вещества гидролизуемой группы с раствором железоаммонийных квасцов образуют черно-синие окрашенные соединения, а конденсированной группы - черно-зеленые.
Если в растении одновременно содержатся дубильные вещества и гидролизуемой и конденсированной группы, то вначале гидролизуемые таниды осаждают 10% раствором ацетата свинца, осадок отфильтровывают, а затем проводят реакцию фильтрата с раствором железоаммонийных квасцов. Появление темно-зеленой окраски свидетельствует о наличии веществ конденсированной группы.
Количественное определение дубильных веществ. При том, что существует около 100 различных способов количественного определения дубильных веществ, точный количественный анализ этой группы биологически активных веществ затруднен.
Среди широко применяемых способ количественного определения дубильных веществ можно выделить следующие.
1. Гравиметрические - основаны на количественном осаждении дубильных веществ желатином, солями тяжелых металлов и т.п.
2. Титриметрические - основаны на окислительных реакциях, прежде всего с перманганатом калия.
3. Фотоэлектроколориметрические - основаны на способности дубильных веществ образовывать устойчивые окрашенные продукты реакции с солями окисного железа, фосфорновольфрамовой кислотой и т.д.
Государственной Фармакопеей X и XI изданий рекомендован титриметрический способ количественного определения дубильных веществ.
Содержимое (Table of Contents)
ОФС.1.5.3.0008.15 Определение содержания дубильных веществ в лекарственном растительном сырье и лекарственных растительных препаратах
Взамен ст. ГФ XI
Определение содержания дубильных веществ в лекарственном растительном сырье и лекарственных растительных препаратах проводят титриметрическим и/или спектрофотометрическим методами. Титриметрический метод заключается в определении суммы дубильных веществ в пересчете на танин, а спектрофотометрический метод позволяет определять сумму дубильных веществ в пересчете на пирогаллол.
Метод 1. Определение суммы дубильных веществ в пересчете на танин
Около 2 г (точная навеска) измельченного лекарственного растительного сырья или лекарственного растительного препарата, просеянного сквозь сито с отверстиями размером 3 мм, помещают в коническую колбу вместимостью 500 мл, заливают 250 мл нагретой до кипения воды и кипятят с обратным холодильником на электрической плитке с закрытой спиралью в течение 30 мин при периодическом перемешивании. Полученное извлечение охлаждают до комнатной температуры и фильтруют через вату в мерную колбу вместимостью 250 мл так, чтобы частицы сырья/препарата не попали в колбу, доводят объем раствора водой до метки и перемешивают. 25,0 мл полученного водного извлечения помещают в коническую колбу вместимостью 1000 мл, прибавляют 500 мл воды, 25 мл раствора индигосульфокислоты и титруют при постоянном перемешивании калия перманганата раствором 0,02 М до золотисто-желтого окрашивания.
Параллельно проводят контрольный опыт: в коническую колбу вместимостью 1000 мл помещают 525 мл воды, 25 мл раствора индигосульфокислоты и титруют при постоянном перемешивании калия перманганата раствором 0,02 М до золотисто-желтого окрашивания.
1 мл калия перманганата раствора 0,02 М соответствует 0,004157 г дубильных веществ в пересчете на танин.
(V – V 1 ) · 0,004157 · 250 · 100 · 100
X = ————————————————— ,
a · 25 · (100 – W )
V – объем калия перманганата раствора 0,02 М, израсходованного на титрование водного извлечения, мл;
V 1 — объем калия перманганата раствора 0,02 М, израсходованного на титрование в контрольном опыте, мл;
0,004157 – количество дубильных веществ, соответствующее 1 мл калия перманганата раствора 0,02 М (в пересчете на танин), г;
a – навеска сырья или лекарственного растительного препарата, г;
W – влажность лекарственного растительного сырья или лекарственного растительного препарата, %;
250 – общий объем водного извлечения, мл;
25 – объем водного извлечения, взятого для титрования, мл.
Примечание. Приготовление раствора индигосульфокислоты. 1 г индигокармина растворяют в 25 мл серной кислоты концентрированной, затем прибавляют дополнительно 25 мл серной кислоты концентрированной и разбавляют водой до 1000 мл, осторожно вливая полученный раствор в воду, в мерной колбе вместимостью 1000 мл, перемешивают.
Метод 2. Определение суммы дубильных веществ в пересчете на пирогаллол
Около 0,5 — 1,0 г (точную навеску или иную, указанную в фармакопейной статье или нормативной документации) измельченного лекарственного растительного сырья или лекарственного растительного препарата, просеянного сквозь сито с отверстиями размером 0,18 мм, помещают в коническую колбу вместимостью 250 мл, прибавляют 150 мл воды и кипятят на водяной бане с обратным холодильником в течение 30 мин. Полученное водное извлечение в колбе охлаждают до комнатной температуры, фильтруют через вату в мерную колбу вместимостью 250 мл так, чтобы частицы сырья не попали в колбу, доводят объем раствора водой до метки и перемешивают. Полученный раствор фильтруют через бумажный фильтр диаметром около 125 мм, отбрасывая первые 50 мл фильтрата.
Определение проводят в защищенном от света месте.
Определение суммы дубильных веществ . 5,0 мл фильтрата помещают в мерную колбу вместимостью 25 мл, доводят объем раствора водой до метки и перемешивают. 2,0 мл полученного раствора помещают в мерную колбу вместимостью 25 мл, прибавляют 1 мл фосфорномолибденововольфрамового реактива, 10 мл воды и доводят объем раствора до метки натрия карбоната раствором 10,6 % (испытуемый раствор). Через 30 мин измеряют оптическую плотность испытуемого раствора (А 1) на спектрофотометре при длине волны 760 нм в кювете с толщиной слоя 10 мм, используя в качестве раствора сравнения воду.
Определение суммы дубильных веществ, не адсорбируемых кожным порошком. К 10,0 мл фильтрата прибавляют 0,1 г кожного порошка, перемешивают полученную смесь в течение 60 мин и фильтруют через бумажный фильтр. 5,0 мл полученного фильтрата помещают в мерную колбу вместимостью 25 мл, доводят объем раствора водой до метки и перемешивают. 2,0 мл полученного раствора помещают в мерную колбу вместимостью 25 мл, прибавляют 1 мл фосфорномолибденововольфрамового реактива, 10 мл воды, объем раствора доводят до метки натрия карбоната раствором 10,6 % и перемешивают (испытуемый раствор). Через 30 мин измеряют оптическую плотность испытуемого раствора (А 2) на спектрофотометре при длине волны 760 нм в кювете с толщиной слоя 10 мм, используя в качестве раствора сравнения воду.
Параллельно измеряют оптическую плотность стандартного раствора.
2,0 мл раствора СО пирогаллола помещают в мерную колбу вместимостью 25 мл, прибавляют 1 мл фосфорномолибденововольфрамового реактива, 10 мл воды, доводят объем раствора до метки натрия карбоната раствором 10,6 % и перемешивают (стандартный раствор). Через 30 мин измеряют оптическую плотность стандартного раствора (А 3) на спектрофотометре при длине волны 760 нм в кювете с толщиной слоя 10 мм, используя в качестве раствора сравнения воду.
А 1 – оптическая плотность испытуемого раствора при определении суммы дубильных веществ;
А 2 – оптическая плотность испытуемого раствора при определении суммы дубильных веществ, не адсорбируемых кожным порошком, в пересчете на пирогаллол;
А 3 — оптическая плотность стандартного раствора;
a — навеска лекарственного растительного сырья или лекарственного растительного препарата, г;
a 0 — навеска СО пирогаллола, г;
W – влажность лекарственного растительного сырья или лекарственного растительного препарата, %.
Примечание . Приготовление раствора СО пирогаллола . 0,05 г (точная навеска) СО пирогаллола помещают в мерную колбу вместимостью 100 мл, растворяют в воде, доводят объем раствора водой до метки, перемешивают. 5,0 мл полученного раствора помещают в мерную колбу вместимостью 100 мл, доводят объем раствора водой до метки и перемешивают. Раствор используют свежеприготовленным.
Введение
В растениях одной из наиболее распространенных групп биологически активных веществ (БАВ) являются дубильные вещества (танины), которые обладают широким спектром фармакологической активности.
Дубильные вещества
оказывают кровоостанавливающее, вяжущее, противовоспалительное, антимикробное действие, а также проявляют высокую P-витаминную активность, антисклеротическое и антигипоксическое действие. Конденсированные дубильные вещества являются антиоксидантами, оказывают противоопухолевый эффект. Танины
используют как противоядие при отравлении гликозидами, алкалоидами, солями тяжелых металлов. В медицине дубильные вещества применяются в терапии таких заболеваний как стоматиты, гингивиты, фарингиты, ангины, колиты, энтероколиты, дизентерии, применяют их и при ожогах, маточных, желудочных и геморроидальных кровотечениях
.
Определение содержания
дубильных веществ является важным составляющим в установлении качества растительного сырья, содержащего танины. Для определения дубильных веществ существует различные методы, но чаще всего применяются титриметрический и спектрофотометрический методы .
Цель работы
– валидационная оценка методик количественного определения дубильных веществ по показателям сходимость, правильность, линейность.
Материалы и методы исследования
В качестве объекта исследования использовалось сырье – воздушно-сухая трава
манжетки обыкновенной (Alchemilla vulgaris L.)сем. Розоцветные (Rosaceae).
Для валидационной оценки методик количественного определения дубильных веществ в воздушно-сухой траве
манжетки обыкновенной были выбраны два метода: перманганатометрическое титрование и спектрофотометрическое определение на основе реакции с реактивом Фолина-Чокальтеу . Выбор методик обоснован частотой использования их на практике.
Воздушно-сухую траву
манжетки обыкновенной
заготавливали
в
сентябре 2015 года в Приморском районе Архангельской области, которая являлась сырьем для исследования и количественного определения дубильных веществ (танинов).
Методика перманганатометрического определения является фармакопейной, которая и
основана на реакции окисления танинов раствором калия перманганата .
Около 2 г (точная навеска), измельченного сырья, просеянного сквозь сито с размером отверстий 3 мм, помещали в коническую колбу вместимостью 500 мл, прибавляли 250 мл нагретой до кипения воды и кипятили с обратным холодильником на электрической плитке с закрытой спиралью в течение 30 минут при периодическом перемешивании. Полученное извлечение охлаждали до комнатной температуры и процеживали коническую колбу вместимостью 250 мл через вату так, чтобы частицы сырья не попали в колбу. Отбирали пипеткой 25 мл полученного извлечения и переносили
в другую коническую колбу вместимостью 750 мл, прибавили 500 мл воды, 25 мл раствора индигосульфокислоты и титровали при постоянном перемешивании раствором калия
перманганата (0,02 моль/л) до золотисто-желтого окрашивания.
Параллельно проводили контрольный опыт.
1 мл раствора перманганата калия (0,02 моль/л) соответствует 0,004157 г дубильных веществ в пересчете на танин.
Содержание дубильных веществ (Х), в процентах, в пересчете на абсолютное сухое сырье, вычислили по формуле (1):
Где (1)
V – объем раствора перманганата калия (0,02 моль/л), израсходованного на титрование извлечения, мл;
– объем раствора перманганата калия (0,02 моль/л), израсходованного на титрование в контрольном опыте, мл;
0,004157 – количество дубильных веществ, соответствующее 1 мл раствора перманганата калия (0,02 моль/л) (в пересчете на танин), г;
250 – общий объем извлечения, мл;
25 – объем извлечения, взятого для титрования, мл.
m
– масса сырья, г;
W
– потеря в массе при высушивании сырья, г;
Для количественного определения дубильных веществ методом спектрофотометрии, около 1 г (точная навеска) исследуемого растительного сырья, измельченного до размера частиц, проходящих через сита с размером отверстий 1 мм, помещали в коническую колбу со шлифом вместимостью 50 мл, добавляли 25 мл смеси ацетон-вода в соотношении 7:3 (70% раствор ацетона). Колбу закрывали и помещали в лабораторное перемешивающее устройство (ЛАБ ПУ-2, Россия) на 60 минут. Полученное извлечение фильтровали в мерную колбу вместимостью 50 мл и доводили объем до метки 70% раствором ацетона (раствор А).
В мерную колбу вместимостью 10 мл помещали 1 мл раствора А, объем раствора в колбе доводили водой очищенной до метки (раствор Б).
0,5 мл раствора Б помещали в мерную колбу вместимостью 10 мл, добавляли 2 мл воды очищенной, 0,25 мл реактива Фолена-Чокальтеу, 1,25 мл 20% раствора натрия карбоната и доводили объем раствора водой до метки. Колбу оставляли на 40 минут в защищенном от света месте. Оптическую плотность раствора определяли при длине волны 750 нм. В качестве раствора сравнения использовали смесь реактивов без добавления извлечения.
Содержание дубильных веществ в извлечениях из растительного сырья рассчитывали по значениям градуировочного графика для построения которого, использовали 0,1 мг/мл раствор стандартного образца CO танина. С этой целью 0,05 г (точная масса) CO танина помещали в мерную колбу вместимостью 100 мл, растворяли в 30 мл воды и объем в колбе доводили тем же растворителем до метки (раствор A).
1 мл полученного раствора переносили в мерную колбу вместимостью 10 мл. Объем раствора в колбе доводили водой до метки (раствор Б).
Серию растворов, содержащих по 1; 2; 3; 4; 5 мкг/мл CO танина готовили, помещая навески раствора Б в мерные колбы вместимостью 10 мл, прибавляли реактив Фолина–Чокалтеу и 20% водный раствор натрия карбоната, объем растворов в колбе доводили водой до метки.
Растворы перемешивали, колбы укупоривали и выдерживали при комнатной температуре в защищенном от света месте в течение 40 мин.
Оптическую плотность полученных растворов определяли спектрофотометрически в кварцевых кюветах с толщиной слоя 1 см при длине волны 725 нм относительно раствора сравнения.
Раствор сравнения представлял собой смесь реагентов без добавления CO танина (раствор B).
По результатам проведенных исследований строили график зависимости оптической плотности от концентрации танина (рис.1).
С учетом полученных значений рассчитывали сумму дубильных веществ, в пересчете на танин по формуле:
, где
Результаты
Результаты количественного определения дубильных веществ методом титрования представлены в табл. 1.
Таблица 1. Результаты количественного определения дубильных веществ методом перманганатометрии
| Масса навески растительного сырья, г | Объём перманганата калия (0,02 моль/л), израсходованного на титрование полученного извлечения из растительного сырья, мл | Количество дубильных веществ, % (X i ) | |
|
2,10250 |
15,34892 |
15,72%
|
|
|
2,03255 |
15,21262 |
||
|
2,18345 |
15,84713 |
||
|
2,24350 |
16,24333 |
||
|
2,12465 |
15,85257 |
||
|
2,07055 |
15,80574 |
Среднее значение содержания дубильных веществ в сырье составило 15,7%. Рассчитанное значение величины относительного стандартного отклонения (0,024%), которое не превышает 2%, что характеризует удовлетворительную сходимость полученных результатов.
Для определения правильности методики использовали метод добавки. С этой целью в колбу для титрования добавляли по 1 мл 0,05%, 0,1% и 0,15% CO танина и титровали трижды для каждого случая. Результаты проведенных исследований представлены в табл. 2.
Таблица 2. Определение правильности методики перманганатометрического титрования дубильных веществ
| Количество добавленного СО танина, г | Масса сырья, г | Рассчитанное количество дубильных веществ, г | Найденное количество дубильных веществ, г | Открываемость, % | Метрологические характеристики |
|
0,0005 |
2,2435 |
0,0357 |
0,0353 |
98,87 |
99,91%
|
|
2,1247 |
0,0339 |
0,0340 |
100,29 |
||
|
2,0706 |
0,0330 |
0,0337 |
102,12 |
||
|
0,001 |
2,2435 |
0,0362 |
0,0357 |
98,61 |
|
|
2,1247 |
0,0344 |
0,0340 |
98,84 |
||
|
2,0706 |
0,0335 |
0,0336 |
100,51 |
||
|
0,0015 |
2,2435 |
0,0367 |
0,0366 |
99,73 |
|
|
2,1247 |
0,0349 |
0,0353 |
101,14 |
||
|
2,0706 |
0,0340 |
0,0337 |
99,12 |
Полученные результаты свидетельствуют о том, что рассчитанный коэффициент Стьюдента меньше табличного значения и
методика не содержит систематической ошибки, что позволяет сделать вывод о ее правильности.
Для изучения линейности определяли зависимость найденных значений количественного содержания дубильных веществ от навески исследуемого растительного сырья. С этой целью проводили количественное определение танинов в шести навесках воздушно–сухого сырья манжетки обыкновенной, отличающихся по массе (табл. 3).
Таблица 3. Зависимость найденного содержания дубильных веществ от массы навески растительного сырья методом перманганатометрии
|
|
Объем калия перманганата, пошедший на титрование, мл |
|
|
2,0706 |
0,3159 |
|
|
3,0013 |
10,8 |
0,4490 |
|
4,0595 |
13,0 |
0,5404 |
|
5,1180 |
15,3 |
0,6360 |
|
6,1385 |
18,2 |
0,7566 |
По полученным в ходе проведенных исследований данным строили график зависимости определенного содержания дубильных веществ от массы навески исследуемого растительного сырья (рис. 2) и рассчитывали коэффициент корреляции.
Рис. 2. График зависимости найденного количества дубильных веществ от массы навески воздушно сухого сырья манжетки обыкновенной
Рассчитанный коэффициент корелляции не превышал 0,95, что свидетельствует о линейности результатов определения содержания исследуемых веществ от массы навески анализируемого растительного сырья в обозначенном интервале концентраций.
Результаты количественного определения дубильных веществ в воздушно сухом сырье травы манжетки обыкновенной методом спектрофотометрии представлены в табл. 4.
Таблица 4. Результаты количественного определения дубильных веществ методом спектрофотометрии
|
Масса навески, г |
Оптическая плотность раствора |
Найденное количество дубильных веществ, % (X i ) |
Метрологические характеристики |
|
|
1,02755 |
0,5957 |
7,30920 |
7,87340 |
7,84%
|
|
0,99745 |
0,6130 |
7,52147 |
8,34656 |
|
|
1,0068 |
0,5678 |
6,96687 |
7,65932 |
|
|
0,99580 |
0,5742 |
7,04539 |
7,83120 |
|
|
1,0060 |
0,5750 |
7,05521 |
7,76261 |
|
|
1,00670 |
0,5617 |
6,89202 |
7,57779 |
Среднее значение содержания дубильных веществ в растительном сырье составляет 7,8% при относительном стандартном отклонении (0,034%), не превышающем 2%, что характеризует удовлетворительную сходимость результатов.
Для определения правильности методики использовали метод добавки. С этой целью в колбу с первичным ацетоновым извлечением добавляли по 1 мл 0,05%, 0,1% и 0,15% раствора CO танина и далее проводили количественное определение дубильных веществ трижды для каждой концентрации. Результаты проведенных исследований представлены в табл. 5.
Владельцы патента RU 2439568:
Изобретение относится к области фармакологии и может быть использовано для определения дубильных веществ в растительном сырье. Способ определения дубильных веществ в растительном сырье заключается в том, что навеску сырья экстрагируют водой при кипячении, охлаждают, фильтруют, измеряют оптическую плотность аликвотной пробы при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание суммы всех дубильных веществ по определенной формуле, далее к аликвотной пробе фильтрата добавляют 1% раствор коллагена в 1% уксусной кислоте, взбалтывают, фильтруют, измеряют оптическую плотность фильтрата при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание осаждаемых дубильных веществ по определенной формуле. Способ позволяет повысить точность определения содержания дубильных веществ в растительном сырье и селективно определить осаждаемые и не осаждаемые дубильные вещества в растительном сырье.
Изобретение относится к химико-фармацевтической промышленности, области фармакогнозии и фармацевтической химии и может быть использовано для контроля качества растительного сырья, содержащего дубильные вещества.
Известен способ определения дубильных веществ в лекарственном растительном сырье (ЛРС) методом кулонометрии в пересчете на таннин (С.Г.Абдуллина и др. Кулонометрическое определение дубильных веществ в лекарственном растительном сырье. // Фармация. №4. - 2010. - С.13-15).
Недостатком данного способа является использование дополнительного оборудования (кулонометра), специфичного титранта (гипойодид калия), который по окислительным свойствам приближается к перманганату калия и не дает возможность дифференцировано определить высоко- и низкомолекулярные дубильные вещества.
Известен также способ определения содержания таннина и производных галловой кислоты в чае методом кондуктометрии (Патент №2127878. Способ раздельного определения таннина и катехинов (в пересчете на галловую кислоту) в чае. М.: 1999 г.).
Недостатком данного способа является применение токсичных органических растворителей (изобутиловый спирт), а также использование цветной реакции с Fe (III), продуктом которой является нестабильное по окраске во времени окрашенное соединение.
Известен также способ количественного определения дубильных веществ в пересчете на таннин в листьях скумпии и сумаха методом комплексонометрии после осаждения дубильных веществ солями цинка (ГОСТ 4564-79. Лист скумпии. Технические условия; ГОСТ 4565-79. Лист сумаха. Технические условия).
Недостатком данного способа является длительность проведения анализа и трудность определения точки эквивалентности.
Известен также способ количественного определения дубильных веществ спектрофотометрическим методом после реакции с реактивом Фолина-Чокальтеу в пересчете на галловую кислоту (Руководство по методам контроля качества и безопасности биологически активных добавок к пище. Руководство. Р 4.1.1672-03. - М. - 2004 г. - с.94-95).
Недостатком данного метода является невозможность раздельного определения низко- и высокомолекулярных дубильных веществ.
Наиболее близким к предлагаемому является способ, заключающийся в том, что дубильные вещества определяют методом спектрофотометрии в пересчете на галловую кислоту (Руководство по методам контроля качества и безопасности биологически активных добавок к пище. Руководство. Р 4.1.1672-03. - М. - 2004 г. - С.120).
Недостатком данного способа является многократное разведение испытуемого образца, в результате которого концентрация дубильных веществ в растворе плохо определима. Также в этом способе раствором сравнения служит буферный раствор, что затрудняет проведение анализа. Кроме того, данный способ не дает возможность раздельно определить содержание низкомолекулярных и высокомолекулярных дубильных веществ.
Задачей изобретения является повышение точности определения дубильных веществ и возможность раздельного определение осаждаемых и не осаждаемых дубильных веществ в растительном сырье.
Поставленная задача решается тем, что навеску сырья экстрагируют водой при кипячении, охлаждают, фильтруют, измеряют оптическую плотность аликвотной пробы при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание суммы всех дубильных веществ по формуле
50 - объем колбы, мл,
W - влажность сырья, %,
к аликвотной пробе фильтрата добавляют 1% раствор коллагена в 1% уксусной кислоте, взбалтывают, фильтруют, измеряют оптическую плотность фильтрата при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание осаждаемых дубильных веществ по формуле
D 1 - оптическая плотность раствора 1,
D 2 - оптическая плотность раствора 2,
m нав - масса навески сырья, г,
V a - объем аликвотной пробы, мл,
250 - общий объем извлечения, мл,
50 - объем колбы, мл,
508 - удельный показатель поглощения галловой кислоты (оптическая плотность 1% раствора галловой кислоты 1 мг/мл),
W - влажность сырья, %.
Практически способ осуществляется следующим образом. Около 2,0 (точная навеска) измельченного сырья, просеянного сквозь сито с диаметром отверстий 3 мм, помещают в колбу вместимостью 500 мл, заливают 250 мл нагретой до кипения воды и кипятят 30 мин с обратным холодильником при периодическом помешивании. Охлаждают до комнатной температуры, доводят водой до 250 мл, процеживают через вату так, чтобы частицы сырья не попали в водное извлечение. Первые 50 мл фильтрата отбрасывают.
1-4 мл водного извлечения помещают в мерную колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 1). Измеряют оптическую плотность раствора 1 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду.
30 мл водного извлечения помещают в мерную емкость вместимостью 50 мл, добавляют 2-10 мл реактива осаждения, взбалтывают 30-60 мин, отстаивают, фильтруют. 1-4 мл полученного фильтрата переносят в колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 2). Измеряют оптическую плотность раствора 2 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду.
Изобретение иллюстрируется следующими примерами.
Пример 1. Для анализа взято растительное сырье - кора дуба.
Около 2,0 (точная навеска) измельченного сырья коры дуба, просеянного сквозь сито с диаметром отверстий 3 мм, помещают в колбу вместимостью 500 мл, заливают 250 мл нагретой до кипения воды и кипятят 30 мин с обратным холодильником при периодическом помешивании. Охлаждают до комнатной температуры, доводят водой до 250 мл, процеживают через вату так, чтобы частицы сырья не попали в водное извлечение. Первые 50 мл фильтрата отбрасывают.
2 мл водного извлечения из коры дуба помещают в мерную колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 1). Измеряют оптическую плотность раствора 1 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду. D 1 для коры дуба равно 0,595.
30 мл водного извлечения помещают в мерную емкость вместимостью 50 мл, добавляют 2 мл реактива осаждения, взбалтывают 30 мин, отстаивают, фильтруют. 2 мл полученного фильтрата переносят в колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 2). Измеряют оптическую плотность раствора 2 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду. D 2 для коры дуба равно 0,276.
Пример 2. Для анализа взято растительное сырье корневища змеевика.
Около 2,0 (точная навеска) измельченного сырья корневища змеевика, просеянного сквозь сито с диаметром отверстий 3 мм, помещают в колбу вместимостью 500 мл, заливают 250 мл нагретой до кипения воды и кипятят 30 мин с обратным холодильником при периодическом помешивании. Охлаждают до комнатной температуры, доводят водой до 250 мл, процеживают через вату так, чтобы частицы сырья не попали в водное извлечение. Первые 50 мл фильтрата отбрасывают.
1 мл водного извлечения из корневища змеевика помещают в мерную колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 1). Измеряют оптическую плотность раствора 1 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду.
30 мл водного извлечения помещают в мерную емкость вместимостью 50 мл, добавляют 7 мл реактива осаждения, взбалтывают 60 мин, отстаивают, фильтруют. 1 мл полученного фильтрата переносят в колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 2). Измеряют оптическую плотность раствора 2 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду.
Предлагаемый способ позволяет повысить точность определения содержания дубильных веществ в растительном сырье и селективно определить осаждаемые и не осаждаемые дубильные вещества в растительном сырье.
Способ определения дубильных веществ в растительном сырье в пересчете на галловую кислоту, заключающийся в том, что навеску сырья экстрагируют водой при кипячении, охлаждают, фильтруют, измеряют оптическую плотность аликвотной пробы при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание суммы всех дубильных веществ по формуле:
где x a - содержание суммы дубильных веществ в пересчете на галловую кислоту, %;
50 - объем колбы, мл;
508 - удельный показатель поглощения галловой кислоты (оптическая плотность 1% раствора галловой кислоты 1 мг/мл);
W - влажность сырья, %,
к аликвотной пробе фильтрата добавляют 1%-ный раствор коллагена в 1%-ной уксусной кислоте, взбалтывают, фильтруют, измеряют оптическую плотность фильтрата при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание осаждаемых дубильных веществ по формуле:
где X - содержание осаждаемых дубильных веществ в пересчете на галловую кислоту, %;
D 1 - оптическая плотность раствора 1;
D 2 - оптическая плотность раствора 2;
m нав - масса навески сырья, г;
V a - объем аликвотной пробы, мл;
250 - общий объем извлечения, мл;
50 - объем колбы, мл;
508 - удельный показатель поглощения галловой кислоты (оптическая плотность 1%-ного раствора галловой кислоты 1 мг/мл);
W - влажность сырья, %.
Похожие патенты:
Изобретение относится к медицине, а именно к психоневрологии, и описывает способ прогнозирования восстановления неврологических функций у больных в остром периоде ишемического инсульта путем проведения клинических и биохимических исследований общей концентрации альбумина (ОКА) в сыворотке крови в г/л, где дополнительно на 5-7 день заболевания определяют эффективную концентрацию альбумина (ЭКА), рассчитывают резерв связывания альбумина (РСА) и при величине этого показателя менее единицы прогнозируют отрицательный результат восстановления неврологических функций у больных в остром периоде ишемического инсульта.
Изобретение относится к медицине, к биологическим исследованиям в онкологии, и может быть использовано для определения развития злокачественного процесса при опухолях головного мозга после оперативного лечения.
Изобретение относится к области медицины, конкретно к онкологии, и описывает способ оценки эффективности неоадъювантной химиотерапии рака мочевого пузыря путем исследования пациента, при котором производят регистрацию максимальной интенсивности аутофлюоресценции опухолевых тканей в зеленой области спектра на этапе первичной диагностики и через 1 месяц после проведения предоперационной химиотерапии и при увеличении у пациента значений максимальной интенсивности аутофлюоресценции опухолевой ткани на 15% от исходных и более эффективность лечения оценивают как частичную регрессию опухолевого процесса, при отсутствии изменений показателей интенсивности аутофлюоресценции опухолевой ткани от исходных определяют стабилизацию процесса, при уменьшении показателей интенсивности аутофлюоресценции опухолевой ткани на 15% и более от исходных отмечают прогрессирование опухолевого процесса.
Loading...