Les tanins (tanins) sont des composés phénoliques végétaux de haut poids moléculaire capables de précipiter les protéines et ayant un goût astringent.

Le terme « tanins » s'est développé historiquement, grâce à la capacité de ces composés à transformer les peaux brutes des animaux en cuir durable, résistant à l'humidité et aux micro-organismes. Pour reprendre ce terme proposé officiellement en 1796 par Seguin pour désigner dans les extraits de certaines plantes des substances capables de réaliser le tannage.

Le bronzage est une interaction chimique complexe des tannides avec les molécules de collagène - la principale protéine du tissu conjonctif. Les propriétés de bronzage sont possédées par les phénols multinucléaires contenant plus d'un hydroxyle dans la molécule. Avec un arrangement plat de tannure sur une molécule de protéine, des liaisons hydrogène stables se créent entre eux :

Fragment de molécule de protéine Fragment de molécule de tanide

La force de l'interaction du tannide avec la protéine dépend du nombre de liaisons hydrogène et est limitée par la taille de la molécule de composé polyphénolique. Le poids moléculaire des tanins peut aller jusqu'à 20 000. Dans le même temps, il y a 1 à 2 groupes hydroxy phénoliques pour 100 unités de poids moléculaire dans les tannides. Par conséquent, le nombre de liaisons hydrogène formées est nombreux et le processus de tannage est irréversible. Les radicaux hydrophobes, orientés vers l'environnement extérieur, rendent la peau inaccessible à l'humidité et aux micro-organismes.

Tous les tanins ne sont pas capables d'un vrai tannage. Les composés d'un poids moléculaire de 1 000 ou plus se distinguent par cette propriété. Les composés polyphénoliques de masse inférieure à 1000 ne sont pas capables de tanner le cuir et n'ont qu'un effet astringent.

Les tanins sont largement utilisés dans l'industrie. Qu'il suffise de dire que la production mondiale de tanins dépasse 1 500 000 tonnes par an et que la part des tannins végétaux atteint 50 à 60% du total.

Répartition dans le monde végétal et rôle des tanins chez les végétaux. Les tanins sont largement présents chez les représentants des couverts et gymnospermes, les algues, les champignons, les lichens, les lymphoïdes et les fougères. On les trouve dans de nombreuses plantes supérieures, en particulier les dicotylédones. Leur plus grand nombre a été retrouvé chez un certain nombre de représentants des familles Fabaceae, Myrtaceae, Rosaceae, Anacardiaceae, Fagaceae, Polygonaceae.

Les tanins de la plante sont localisés dans les vacuoles cellulaires et au cours du vieillissement cellulaire sont adsorbés sur les parois cellulaires. Ils s'accumulent en grande quantité dans les organes souterrains, l'écorce, mais peuvent se trouver dans les feuilles et les fruits.

Les tanins remplissent principalement des fonctions protectrices chez les plantes. Avec des dommages mécaniques aux tissus, une formation intensifiée de tanins commence, accompagnée de leur condensation oxydative dans les couches de surface, protégeant ainsi la plante de nouveaux dommages et de l'influence négative des agents pathogènes. En raison de la grande quantité d'hydroxyles phénoliques, les tanins ont des propriétés bactériostatiques et fongicides prononcées, protégeant ainsi les organismes végétaux de diverses maladies.

Classement des tanins. En 1894, G. Prokter, étudiant les produits finaux de la pyrolyse des tanins, a découvert 2 groupes de composés - pyrogallique (le pyrogallol se forme) et le pyrocatéchol (le pyrocatéchol se forme lors de la décomposition):

K. Freudenberg en 1933 a clarifié la classification de G. Procter. Lui, comme Procter, a classé les tanins par les produits finaux de leur décomposition, mais pas dans des conditions de pyrolyse, mais sous hydrolyse acide. En fonction de la capacité d'hydrolyse, K. Freudenberg a proposé de distinguer deux groupes de tanins : hydrolysable et condensé. Actuellement, la classification de K. Freudenberg est plus souvent utilisée.

Au groupe tanins hydrolysables Les composés sont construits selon le type d'esters et se décomposent lors de l'hydrolyse acide en leurs composants constitutifs. Le lien central est le plus souvent le glucose, moins souvent d'autres sucres ou composés alicycliques (par exemple, l'acide quinique). Les hydroxyles alcooliques du résidu central peuvent être liés par une liaison éther avec l'acide gallique, formant ainsi un groupe gallotannins, ou acide ellagique, formant un groupe ellagitanins.

Gallotanins- les esters de l'acide gallique, que l'on retrouve le plus souvent dans le groupe des tanins hydrolysables. Il existe des éthers mono-, di-, tri-, tétra-, penta- et polyhaloyle. Le représentant des éthers monogalloyliques est la b-D-glucogalline :

Un exemple d'éthers polyhaloyle est le tanin chinois, dont la structure a été établie pour la première fois en 1963 par Hawors :

Ellagitanins sont des esters de sucre et d'acide ellagique ou leurs dérivés. L'acide ellagique est formé par l'oxydation de deux molécules d'acide gallique en acide hexaoxydifénique, qui forme immédiatement lactone - acide ellagique :

Comme dans le cas précédent, le glucose est le plus souvent le composant sucre des ellagitanins.

Esters d'acide gallique sans sucre sont des esters d'acide gallique et d'un composant non sucré tel que l'acide quinique, l'acide hydroxycinnamique, etc. Un exemple de ce groupe de substances est l'acide 3,4,5-trihaloylquinique.

Tanins condensés Ils diffèrent des hydrolysables en ce que lors de l'hydrolyse acide, ils ne se décomposent pas en leurs composants constitutifs, mais, au contraire, sous l'action d'acides minéraux, des produits de polymérisation denses rouge-brun - les flobaphènes - se forment.

Les tanins condensés sont formés principalement de catéchines et de leucocyanidines et, beaucoup moins fréquemment, d'autres formes réduites de flavonoïdes. Les tanins condensés n'appartiennent pas au groupe des « Glycosides » : il n'y a pas de composant sucré dans les tanins condensés.

La formation de tanins condensés peut se produire de deux manières. K. Freudenberg (années 30 du XXe siècle) a établi que la formation de tanins condensés est un processus non enzymatique d'autocondensation des catéchines ou des leucocyanidines (ou leur condensation croisée) à la suite de l'exposition à l'oxygène atmosphérique, à la chaleur et à un environnement acide. . L'autocondensation s'accompagne de la rupture du cycle pyran des catéchines et l'atome de carbone C-2 d'une molécule est relié par une liaison carbone-carbone avec l'atome de carbone C-6 ou C-8 d'une autre molécule. Dans ce cas, une chaîne suffisamment longue peut former :

Selon un autre scientifique, D. Hatuei, des tanins condensés peuvent se former à la suite d'une condensation oxydative enzymatique de molécules de type « tête-à-queue » (anneau A à anneau B) ou « queue à queue » (anneau B à bague B) :

Les plantes contenant des tanins condensés doivent avoir leurs précurseurs - des catéchines ou des leucocyanidines libres. Les polymères condensés mixtes de catéchines et de leucocyanidines sont courants.

En règle générale, les tanins des groupes condensés et hydrolysables sont simultanément présents dans les plantes.

Propriétés physicochimiques des tanins. Les tanins se distinguent par un poids moléculaire élevé - jusqu'à 20 000. Les tanins naturels, à quelques exceptions près, ne sont connus jusqu'à présent qu'à l'état amorphe. La raison en est que ces substances sont des mélanges de composés dont la structure chimique est similaire, mais dont le poids moléculaire diffère.

Les tanins sont des composés jaunes ou bruns qui forment des solutions colloïdales dans l'eau. Soluble dans l'éthanol, l'acétone, le butanol et insoluble dans les solvants à hydrophobie prononcée - chloroforme, benzène, etc.

Les gallotannins sont peu solubles dans l'eau froide et relativement bien solubles dans l'eau chaude.

Les tanins ont une activité optique et s'oxydent facilement à l'air.

En raison de la présence d'hydroxyles phénoliques, ils précipitent avec des sels de métaux lourds et forment des composés colorés avec Fe +3.

Isolement des tanins des matières végétales. Les tanins étant un mélange de différents polyphénols, leur isolement et leur analyse présentent une certaine difficulté.

Souvent, pour obtenir le total des tanins, la matière première est extraite à l'eau chaude (les tanins sont peu solubles dans l'eau froide) et l'extrait refroidi est traité avec un solvant organique (chloroforme, benzène, etc.) pour éliminer les substances lipophiles. Ensuite, les tanins sont précipités avec des sels de métaux lourds, suivi de la destruction du complexe avec de l'acide sulfurique ou des sulfures.

Pour obtenir une fraction de tanins de structure chimique similaire, vous pouvez utiliser l'extraction de matières premières avec de l'éther diéthylique, des alcools méthyliques ou éthyliques avec élimination préalable des composants lipophiles à l'aide de solvants à hydrophobie prononcée - éther de pétrole, benzène, chloroforme.

L'isolement de certains composants des tanins par précipitation à partir de solutions aqueuses ou hydroalcooliques avec des sels de plomb est très répandu. Les précipités résultants sont ensuite traités avec de l'acide sulfurique dilué.

Lors de l'isolement des composants individuels des tanins, des méthodes chromatographiques sont utilisées: chromatographie d'adsorption sur cellulose, polyamide; échange d'ions sur divers échangeurs de cations; distribution sur gel de silice; filtration sur gel sur tamis moléculaire.

L'identification des composants individuels des tanins est réalisée par chromatographie sur papier ou en couche mince de sorbant, en utilisant l'analyse spectrale, les réactions qualitatives et l'étude des produits de clivage.

Analyse qualitative des tanins. Les réactions qualitatives aux tanins peuvent être divisées en deux groupes : les réactions de précipitation et les réactions de coloration. Pour réaliser des réactions de haute qualité, les matières premières sont le plus souvent extraites à l'eau chaude.

Réactions de précipitation. 1. Lorsque les tanins interagissent avec une solution de gélatine à 1 % préparée dans une solution de chlorure de sodium à 10 %, un précipité se forme ou la solution devient trouble. Lorsqu'un excès de gélatine est ajouté, le trouble disparaît.

2. Les tanides donnent des précipitations abondantes avec des alcaloïdes (caféine, pachicarpine), ainsi que quelques bases azotées (urotropine, novocaïne, dibazol).

3. En interagissant avec une solution à 10 % d'acétate de plomb, les tanins du groupe hydrolysable forment un précipité floconneux.

4. Les tanins condensés forment un précipité floconneux en réaction avec l'eau bromée.

Des réactions colorées. Les tanins du groupe hydrolysable avec une solution d'alun de fer et d'ammonium forment des composés de couleur noir-bleu et du groupe condensé - noir-vert.

Si la plante contient simultanément des tanins des groupes hydrolysables et condensés, les tannins hydrolysables sont d'abord précipités avec une solution à 10 % d'acétate de plomb, le précipité est filtré, puis le filtrat est mis à réagir avec une solution d'alun de fer et d'ammonium. L'apparition d'une couleur vert foncé indique la présence de substances du groupe condensées.

Quantification des tanins. Malgré le fait qu'il existe environ 100 méthodes différentes pour la détermination quantitative des tanins, une analyse quantitative précise de ce groupe de substances biologiquement actives est difficile.

Parmi les méthodes largement utilisées pour la détermination quantitative des tanins, on peut distinguer les suivantes.

1. Gravimétrique - basé sur la précipitation quantitative des tanins avec de la gélatine, des sels de métaux lourds, etc.

2. Titrimétrique - basé sur des réactions oxydatives, principalement avec du permanganate de potassium.

3. Colorimétrie photoélectrique - basée sur la capacité des tanins à former des produits de réaction colorés stables avec des sels d'oxyde de fer, de l'acide phosphotungstique, etc.

La Pharmacopée d'État des éditions X et XI a recommandé une méthode titrimétrique pour la détermination quantitative des tanins.

Table des matières

OFS.1.5.3.0008.15 Détermination de la teneur en tanins des matières premières des plantes médicinales et des préparations à base de plantes médicinales

Au lieu de l'art. GF XI

La détermination de la teneur en tanins des matières premières et préparations de plantes médicinales est réalisée par des méthodes titrimétriques et/ou spectrophotométriques. La méthode titrimétrique consiste à déterminer la quantité de tanins en termes de tanin, et la méthode spectrophotométrique permet de déterminer la quantité de tanins en termes de pyrogallol.

Méthode 1. Détermination de la quantité de tanins en termes de tanin

Environ 2 g (pesés avec précision) de matière végétale médicinale broyée ou de préparation à base de plantes médicinales, tamisés à travers un tamis à trous de 3 mm, sont placés dans une fiole conique d'une capacité de 500 ml, 250 ml d'eau portée à ébullition sont versés et bouillir à reflux sur une cuisinière électrique à spirale fermée pendant 30 minutes avec agitation périodique. L'extrait obtenu est refroidi à température ambiante et filtré sur coton dans une fiole jaugée d'une capacité de 250 ml afin que les particules de la matière première/préparation ne pénètrent pas dans la fiole, porter le volume de la solution au trait avec de l'eau et mélanger. 25,0 ml de l'extrait aqueux obtenu sont placés dans un erlenmeyer d'une capacité de 1000 ml, 500 ml d'eau, 25 ml de solution d'acide indigosulfonique sont ajoutés et titrés sous agitation constante de permanganate de potassium avec une solution de 0,02 M jusqu'à coloration jaune d'or coloration.

En parallèle, une expérience témoin est réalisée : 525 ml d'eau, 25 ml de solution d'acide indigosulfonique sont placés dans un erlenmeyer d'une capacité de 1000 ml et titrés sous agitation constante de permanganate de potassium avec une solution de 0,02 M jusqu'à coloration jaune d'or coloration.

1 ml de solution de permanganate de potassium 0,02 M correspond à 0,004157 g de tanins en termes de tanin.

(V – V 1 ) 0,004157 250 100 100

X = ————————————————— ,

une· 25 · (100 - W)

V- le volume de solution de permanganate de potassium 0,02 M, consommé pour le titrage d'extraction aqueuse, ml ;

V 1 - le volume de solution de permanganate de potassium 0,02 M, consommé pour le titrage dans l'expérience témoin, ml ;

0,004157 - la quantité de tanins correspondant à 1 ml de solution de permanganate de potassium 0,02 M (en termes de tanin), g;

une- poids des matières premières ou du médicament à base de plantes, g ;

W- taux d'humidité des plantes médicinales ou des médicaments à base de plantes,% ;

250 - volume total d'extraction d'eau, ml;

25 - volume d'extrait aqueux prélevé pour le titrage, ml.

Noter.Préparation d'une solution d'acide indigosulfonique. 1 g de carmin d'indigo est dissous dans 25 ml d'acide sulfurique concentré, puis 25 ml supplémentaires d'acide sulfurique concentré sont ajoutés et dilués avec de l'eau à 1000 ml, en versant soigneusement la solution résultante dans l'eau, dans une fiole jaugée d'une capacité de 1000 ml, remuer.

Méthode 2. Détermination de la quantité de taninsen termes de pyrogallol

Environ 0,5 à 1,0 g (pesé exactement ou autrement spécifié dans la monographie de la pharmacopée ou la documentation réglementaire) de la matière végétale médicinale broyée ou du médicament à base de plantes, tamisé à travers un tamis à trous de 0,18 mm, est placé dans une fiole conique d'une capacité de 250 ml, ajouter 150 ml d'eau et chauffer à reflux au bain-marie pendant 30 min. L'extrait aqueux résultant dans le ballon est refroidi à température ambiante, filtré sur du coton dans un ballon jaugé d'une capacité de 250 ml afin que les particules de la matière première ne pénètrent pas dans le ballon, le volume de la solution est porté à la marque avec de l'eau et mélangé. La solution résultante est filtrée à travers un filtre en papier d'un diamètre d'environ 125 mm, en éliminant les 50 premiers ml du filtrat.

La détermination est effectuée dans un endroit sombre.

Détermination de la quantité de tanins... 5,0 ml du filtrat sont placés dans une fiole jaugée de 25 ml, le volume de la solution est porté au trait avec de l'eau et mélangé. Placer 2,0 ml de la solution obtenue dans une fiole jaugée de 25 ml, ajouter 1 ml de réactif phosphoromolybdène-tungstène, 10 ml d'eau, et amener le volume de la solution au repère avec du carbonate de sodium avec une solution à 10,6% (solution à tester) . Après 30 min, mesurer la densité optique de la solution d'essai (A1) sur un spectrophotomètre à une longueur d'onde de 760 nm dans une cuvette avec une épaisseur de couche de 10 mm, en utilisant de l'eau comme solution de référence.

Détermination de la quantité de tanins qui ne sont pas adsorbés par la poudre de peau. A 10,0 ml du filtrat, ajoutez 0,1 g de poudre de cuir, agitez le mélange obtenu pendant 60 min et filtrez sur un filtre en papier. 5,0 ml du filtrat obtenu sont placés dans une fiole jaugée de 25 ml, le volume de la solution est porté au trait avec de l'eau et mélangé. Placer 2,0 ml de la solution obtenue dans une fiole jaugée de 25 ml, ajouter 1 ml de réactif phosphoromolybdène-tungstène, 10 ml d'eau, diluer le volume de la solution jusqu'au repère avec du carbonate de sodium avec une solution à 10,6% et mélanger (solution à tester ). Après 30 min, mesurer la densité optique de la solution d'essai (A2) sur un spectrophotomètre à une longueur d'onde de 760 nm dans une cuvette avec une épaisseur de couche de 10 mm, en utilisant de l'eau comme solution de référence.

La densité optique de la solution étalon est mesurée en parallèle.

2,0 ml de solution de pyrogallol CO sont placés dans une fiole jaugée de 25 ml, 1 ml de réactif phosphomolybdène-tungstène, 10 ml d'eau sont ajoutés, le volume de la solution est porté au trait de carbonate de sodium avec une solution à 10,6% et agité (solution standard). Après 30 min, mesurer la densité optique de la solution étalon (A 3) sur un spectrophotomètre à une longueur d'onde de 760 nm dans une cuvette d'une épaisseur de couche de 10 mm, en utilisant de l'eau comme solution de référence.

Un 1- la densité optique de la solution à tester lors de la détermination de la quantité de tanins ;

A 2 - la densité optique de la solution d'essai lors de la détermination de la quantité de tanins non adsorbés par la poudre de peau, calculée en pyrogallol ;

un 3— densité optique d'une solution étalon ;

une- quantité pesée de matières premières végétales médicinales ou médicament à base de plantes, g ;

une 0 - poids de CRM pyrogallol, g ;

W- taux d'humidité des plantes médicinales ou des médicaments à base de plantes,%.

Noter. Préparation de la solution de pyrogallol CO... 0,05 g (pesé précisément) de pyrogallol CO est placé dans une fiole jaugée d'une capacité de 100 ml, dissous dans l'eau, le volume de la solution est porté au trait avec de l'eau, et mélangé. 5,0 ml de la solution résultante sont placés dans une fiole jaugée d'une capacité de 100 ml, le volume de la solution est porté au repère avec de l'eau et mélangé. La solution est utilisée fraîchement préparée.

introduction
Chez les plantes, l'un des groupes les plus courants de substances biologiquement actives (BAS) sont les tanins (tanins), qui ont un large spectre d'activité pharmacologique.Taninsont un effet hémostatique, astringent, anti-inflammatoire, antimicrobien, et présentent également une activité élevée de la vitamine P, des effets anti-sclérotiques et antihypoxiques. Les tanins condensés sont des antioxydants et ont un effet antitumoral. Taninsutilisé comme antidote pour l'empoisonnement avec des glycosides, des alcaloïdes, des sels de métaux lourds. En médecine, les tanins sont utilisés dans le traitement de maladies telles que la stomatite, la gingivite, la pharyngite, l'amygdalite, la colite, l'entérocolite, la dysenterie, ils sont également utilisés pour les brûlures, les saignements utérins, gastriques et hémorroïdaires..
Définition du contenutanins est un élément important dans l'établissement de la qualité des matières végétales contenant des tanins. Il existe différentes méthodes pour la détermination des tanins, mais le plus souvent des méthodes titrimétriques et spectrophotométriques sont utilisées.
but du travail- évaluation de validation des méthodes de dosage quantitatif des tanins en termes de convergence, de justesse, de linéarité.
Matériaux et méthodes de recherche
La matière première a été utilisée comme objet de recherche - l'herbe séchée à l'air.manchette commune (Alchemilla vulgaris L.) fam. Rosacées (Rosacées).
Pour l'évaluation de validation des méthodes de détermination quantitative des tanins dans l'herbe séchée à l'airdeux méthodes ont été choisies : le titrage permanganatométrique et le dosage spectrophotométrique basé sur la réaction avec le réactif de Folin-Ciocalteu. Le choix des techniques se justifie par la fréquence de leur utilisation en pratique.
Herbe séchée à l'airmanchette ordinaire acquis en Septembre 2015 dans le district de Primorsky de la région d'Arkhangelsk, qui était la matière première pour la recherche et la détermination quantitative des tanins (tanins).
La méthode de détermination permanganatométrique est la pharmacopée, qui estbasé sur la réaction d'oxydation des tanins avec une solution de permanganate de potassium.Environ 2 g (pesés avec précision), de la matière première broyée, tamisée à travers un tamis avec un trou de 3 mm, a été placé dans une fiole conique d'une capacité de 500 ml, ajouté 250 ml d'eau portée à ébullition et bouillie à reflux sur une cuisinière électrique à spirale fermée pendant 30 minutes avec agitation périodique. L'extrait résultant a été refroidi à température ambiante et un flacon conique de 250 ml a été filtré à travers du coton de manière à ce que les particules de la matière première ne pénètrent pas dans le flacon. Pipeter 25 ml de l'extrait obtenu et transférerdans une autre fiole conique d'une capacité de 750 ml, ajouter 500 ml d'eau, 25 ml de solution d'acide indigosulfonique et titrer sous agitation constante avec une solution de potassiumpermanganate (0,02 mol/l) jusqu'à coloration jaune doré.
Une expérience témoin a été menée en parallèle.
1 ml de solution de permanganate de potassium (0,02 mol/l) correspond à 0,004157 g de tanins en termes de tanin.
La teneur en tanins (X), en pourcentage, en matière première sèche absolue, a été calculée par la formule (1) :

Où (1)

V est le volume de solution de permanganate de potassium (0,02 mol/l) consommé pour le titrage de l'extraction, en ml ;
- volume de solution de permanganate de potassium (0,02 mol/l) consommé pour le titrage dans l'expérience témoin, ml ;
0,004157 - la quantité de tanins correspondant à 1 ml de solution de permanganate de potassium (0,02 mol / l) (en termes de tanin), g;
250 - volume total d'extraction, ml;
25 - volume d'extraction prélevé pour le titrage, ml.
m- poids des matières premières, g ;
W- perte de masse lors du séchage des matières premières, g ;
Pour le dosage quantitatif des tanins par spectrophotométrie, environ 1 g (pesé exactement) du matériel végétal étudié, broyé à une granulométrie passant à travers des tamis d'une taille de trou de 1 mm, a été placé dans une fiole conique à section mince avec un capacité de 50 ml, 25 ml d'un mélange acétone-eau ont été ajoutés dans un rapport de 7 : 3 (solution d'acétone à 70 %). Le ballon a été fermé et placé dans un agitateur de laboratoire (LAB PU-2, Russie) pendant 60 minutes. L'extrait résultant a été filtré dans une fiole jaugée de 50 ml et le volume a été porté au repère avec une solution d'acétone à 70 % (solution A).
Dans une fiole jaugée d'une capacité de 10 ml a été placé 1 ml de solution A, le volume de la solution dans la fiole a été porté au trait avec de l'eau purifiée (solution B).
0,5 ml de solution B ont été placés dans une fiole jaugée de 10 ml, 2 ml d'eau purifiée, 0,25 ml de réactif Folen-Chocalteu, 1,25 ml de solution de carbonate de sodium à 20 % ont été ajoutés, et le volume de la solution a été complété au marquer avec de l'eau. Le flacon est laissé 40 minutes à l'abri de la lumière. La densité optique de la solution a été déterminée à une longueur d'onde de 750 nm. Un mélange de réactifs sans ajout d'extraction a été utilisé comme solution de référence.
La teneur en tanins dans les extraits de matières premières végétales a été calculée à partir des valeurs du graphique d'étalonnage pour la construction duquel, une solution à 0,1 mg/ml d'un échantillon standard de tanin CO a été utilisée. A cet effet, 0,05 g (poids exact) de tanin CO a été placé dans une fiole jaugée de 100 ml, dissous dans 30 ml d'eau, et le volume de la fiole a été ajusté au trait avec le même solvant (solution A).
1 ml de la solution résultante a été transféré dans une fiole jaugée de 10 ml. Le volume de la solution dans le ballon a été porté au trait avec de l'eau (solution B).
Une série de solutions contenant 1 chacune ; 2 ; 3 ; 4 ; 5 µg/ml de tanin de CO ont été préparés en plaçant des portions pesées de la solution B dans des fioles jaugées de 10 ml, le réactif de Folin – Chocalteu et une solution aqueuse de carbonate de sodium à 20 % ont été ajoutés, et le volume des solutions dans la fiole a été ajusté au trait avec l'eau.
Les solutions ont été mélangées, les flacons ont été scellés et conservés à température ambiante, à l'abri de la lumière pendant 40 min.
La densité optique des solutions obtenues a été déterminée par spectrophotométrie dans des cuvettes en quartz d'une épaisseur de couche de 1 cm à une longueur d'onde de 725 nm par rapport à la solution de référence.
La solution de référence était un mélange de réactifs sans ajout de tanin CO (solution B).
Sur la base des résultats des études, un graphique de la dépendance de la densité optique sur la concentration de tanin a été construit (Fig. 1).

Compte tenu des valeurs obtenues, la quantité de tanins a été calculée en termes de tanin selon la formule :

, où

résultats
Les résultats du dosage quantitatif des tanins par titrage sont présentés dans le tableau. 1.

Tableau 1. Résultats du dosage quantitatif des tanins par permanganatométrie

Poids de l'échantillon de matières premières végétales, g	Le volume de permanganate de potassium (0,02 mol / l), consommé pour le titrage de l'extrait obtenu à partir de matières premières végétales, ml	La quantité de tanins,% (X je)
2,10250		15,34892	15,72% 0,154 = 0,395 = 2,52 % Sr = 0,024
2,03255		15,21262
2,18345		15,84713
2,24350		16,24333
2,12465		15,85257
2,07055		15,80574

La valeur moyenne de la teneur en tanins de la matière première était de 15,7%. La valeur calculée de la valeur de l'écart type relatif (0,024%), qui ne dépasse pas 2%, qui caractérise la convergence satisfaisante des résultats.
La méthode de l'addition a été utilisée pour déterminer l'exactitude de la procédure. A cet effet, 1 ml de tanin de 0,05 %, 0,1 % et 0,15 % de CO a été ajouté au ballon de titrage et titré trois fois pour chaque cas. Les résultats des études sont présentés dans le tableau. 2.

Tableau 2. Détermination de l'exactitude de la méthode de titrage permanganatométrique des tanins

La quantité de tanin CO ajouté, g	Poids de la matière première, g	Calculé quantité de tanins, g	Quantité trouvée de tanins, g	Taux d'ouverture,%	Caractéristiques métrologiques
0,0005	2,2435	0,0357	0,0353	98,87	99,91% 1,198 0,399 t calc. = 0,23 t onglet. = 2,31
	2,1247	0,0339	0,0340	100,29
	2,0706	0,0330	0,0337	102,12
0,001	2,2435	0,0362	0,0357	98,61
	2,1247	0,0344	0,0340	98,84
	2,0706	0,0335	0,0336	100,51
0,0015	2,2435	0,0367	0,0366	99,73
	2,1247	0,0349	0,0353	101,14
	2,0706	0,0340	0,0337	99,12

Les résultats obtenus indiquent que le coefficient de Student calculé est inférieur à la valeur du tableau etla méthode ne contient pas d'erreur systématique, ce qui nous permet de conclure qu'elle est correcte.
Pour étudier la linéarité, la dépendance des valeurs trouvées de la teneur quantitative en tanins sur la partie pesée du matériel végétal étudié a été déterminée. A cet effet, nous avons effectué un dosage quantitatif des tanins dans six portions pesées de matière première séchée à l'air de la manchette commune, de poids différents (tableau 3).

Tableau 3. Dépendance de la teneur trouvée en tanins sur le poids de l'échantillon de matières premières végétales par permanganatométrie

Poids de la matière première, g	Le volume de permanganate de potassium utilisé pour le titrage, ml
2,0706		0,3159
3,0013	10,8	0,4490
4,0595	13,0	0,5404
5,1180	15,3	0,6360
6,1385	18,2	0,7566

Sur la base des données obtenues au cours des études, un graphique de la dépendance d'une certaine teneur en tanins par rapport au poids d'un échantillon du matériel végétal étudié a été tracé (Fig. 2) et le coefficient de corrélation a été calculé.

Riz. 2. Le graphique de la dépendance de la quantité trouvée de tanins sur le poids de l'échantillon de matière première sèche à l'air de la manchette ordinaire

Le coefficient de corrélation calculé n'a pas dépassé 0,95, ce qui indique la linéarité des résultats de la détermination de la teneur des substances étudiées à partir du poids de l'échantillon du matériel végétal analysé dans la plage de concentration indiquée.
Les résultats de la détermination quantitative des tanins dans la matière première séchée à l'air de la manchette ordinaire par la méthode de spectrophotométrie sont présentés dans le tableau. 4.

Tableau 4. Résultats du dosage quantitatif des tanins par spectrophotométrie

Poids de l'échantillon, g	Densité optique de la solution		Quantité trouvée de tanins,% (X je)	Caractéristiques métrologiques
1,02755	0,5957	7,30920	7,87340	7,84% 0,11 = 0,28 = 3,61% Sr = 0,034%
0,99745	0,6130	7,52147	8,34656
1,0068	0,5678	6,96687	7,65932
0,99580	0,5742	7,04539	7,83120
1,0060	0,5750	7,05521	7,76261
1,00670	0,5617	6,89202	7,57779

La valeur moyenne de la teneur en tanins des matières végétales est de 7,8 % avec un écart type relatif (0,034 %) n'excédant pas 2 %, ce qui caractérise une convergence satisfaisante des résultats.
La méthode de l'addition a été utilisée pour déterminer l'exactitude de la procédure. A cet effet, 1 ml de solution de tanin à 0,05 %, 0,1 % et 0,15 % CO a été ajouté dans le ballon avec une extraction primaire à l'acétone, puis la détermination quantitative des tanins a été effectuée trois fois pour chaque concentration. Les résultats des études sont présentés dans le tableau. 5.

Titulaires du brevet RU 2439568 :

L'invention concerne le domaine de la pharmacologie et peut être utilisée pour déterminer les tanins dans les matières végétales. La méthode de détermination des tanins dans les matières premières végétales consiste dans le fait qu'un échantillon de matières premières est extrait à l'eau lors de l'ébullition, refroidi, filtré, la densité optique d'un échantillon aliquot est mesurée à une longueur d'onde de 277 nm et la teneur en la somme de tous les tanins est calculée selon une certaine formule, puis l'échantillon aliquote du filtrat est ajouté une solution de collagène à 1% dans de l'acide acétique à 1%, secouez, filtrez, mesurez la densité optique du filtrat à une longueur d'onde de 277 nm et calculez la teneur en tanins précipités selon une certaine formule. La méthode améliore la précision de la détermination de la teneur en tanins dans les matières premières végétales et détermine sélectivement les tanins précipités et non précipités dans les matières premières végétales.

L'invention concerne l'industrie chimico-pharmaceutique, le domaine de la pharmacognosie et de la chimie pharmaceutique et peut être utilisée pour contrôler la qualité des matières premières végétales contenant des tanins.

Une méthode connue de détermination des tanins dans les matières premières des plantes médicinales (HP) par la méthode de coulométrie en termes de tanin (SG Abdullina et al. Détermination coulométrique des tanins dans les matières premières des plantes médicinales. // Pharmacie. N° 4. - 2010. - P.13 -15).

L'inconvénient de cette méthode est l'utilisation d'un équipement supplémentaire (coulomètre), d'un titrant spécifique (hypoiodure de potassium), qui est proche du permanganate de potassium dans ses propriétés oxydantes et ne permet pas de différencier les tanins de haut et bas poids moléculaire.

On connaît également une méthode de détermination de la teneur en tanin et en dérivés de l'acide gallique dans le thé par conductométrie (Brevet n°2127878. Méthode pour la détermination séparée du tanin et des catéchines (en termes d'acide gallique) dans le thé. M. : 1999) .

L'inconvénient de cette méthode est l'utilisation de solvants organiques toxiques (alcool isobutylique), ainsi que l'utilisation d'une réaction colorée avec Fe (III), dont le produit est un composé coloré dont la couleur est instable dans le temps.

On connaît également une méthode pour la détermination quantitative des tanins en termes de tanin dans les feuilles de scumpia et de sumach par méthode complexométrique après précipitation des tanins aux sels de zinc (GOST 4564-79. Scumpia leaf. Spécifications ; GOST 4565-79. Sumach fiche. Spécifications).

L'inconvénient de cette méthode est la durée de l'analyse et la difficulté de déterminer le point d'équivalence.

On connaît également une méthode de dosage quantitatif des tanins par la méthode spectrophotométrique après la réaction avec le réactif de Folin-Chocalteu en termes d'acide gallique (Lignes directrices pour les méthodes de contrôle de qualité et de sécurité des additifs alimentaires biologiquement actifs. Guide. P 4.1. 1672-03. - M. - 2004. - p.94-95).

L'inconvénient de cette méthode est l'impossibilité de déterminer séparément les tanins de bas et haut poids moléculaires.

La méthode la plus proche de la méthode proposée est que les tanins sont dosés par spectrophotométrie en termes d'acide gallique (Lignes directrices pour les méthodes de contrôle de qualité et de sécurité des additifs alimentaires biologiquement actifs. Guide. R 4.1.1672-03. - M. - 2004 - p. 120 ).

L'inconvénient de cette méthode est la dilution répétée de l'échantillon à tester, à la suite de laquelle la concentration en tanins dans la solution est mal déterminée. Aussi, dans cette méthode, la solution de référence est une solution tampon, ce qui complique l'analyse. De plus, cette méthode ne permet pas de déterminer séparément la teneur en tanins de bas poids moléculaire et de haut poids moléculaire.

L'objectif de l'invention est d'améliorer la précision du dosage des tanins et la possibilité de dosage séparé des tanins précipités et non précipités dans les matières premières végétales.

Le problème est résolu par le fait qu'un échantillon de matières premières est extrait avec de l'eau pendant l'ébullition, refroidi, filtré, la densité optique d'un échantillon aliquote est mesurée à une longueur d'onde de 277 nm et la teneur de la somme de tous les tanins est calculé à l'aide de la formule

50 - le volume du ballon, ml,

W - teneur en humidité des matières premières,%,

Une solution de collagène à 1 % dans de l'acide acétique à 1 % est ajoutée à un échantillon aliquote du filtrat, agité, filtré, la densité optique du filtrat est mesurée à une longueur d'onde de 277 nm et la teneur en tanins précipités est calculée à l'aide de la formule

D 1 - densité optique de la solution 1,

D 2 - densité optique de la solution 2,

m nav - poids de l'échantillon de matière première, g,

V a est le volume d'un échantillon aliquote, ml,

250 - volume total d'extraction, ml,

50 - le volume du ballon, ml,

508 - indice d'absorption spécifique de l'acide gallique (densité optique d'une solution d'acide gallique à 1% 1 mg/ml),

W - teneur en humidité des matières premières,%.

En pratique, le procédé se déroule comme suit. Environ 2,0 (pesés avec précision) de la matière première broyée, tamisée à travers un tamis d'un diamètre de trou de 3 mm, sont placés dans un ballon d'une capacité de 500 ml, 250 ml d'eau chauffée à ébullition sont versés et bouillis pendant 30 minutes au reflux sous agitation périodique. Il est refroidi à température ambiante, porté à 250 ml avec de l'eau, filtré sur coton pour que les particules de la matière première ne pénètrent pas dans l'extrait aqueux. Jeter les 50 premiers ml de filtrat.

1-4 ml d'extrait aqueux sont placés dans une fiole jaugée d'une capacité de 50 ml, portée au trait avec de l'eau (solution 1). La densité optique de la solution 1 est mesurée à une longueur d'onde de 277 nm. L'eau est utilisée comme comparaison.

30 ml d'extrait aqueux sont placés dans un récipient doseur d'une capacité de 50 ml, 2 à 10 ml du réactif de précipitation sont ajoutés, agités pendant 30 à 60 minutes, décantés, filtrés. 1-4 ml du filtrat obtenu sont transférés dans un ballon d'une capacité de 50 ml, porté au trait avec de l'eau (solution 2). La densité optique de la solution 2 est mesurée à une longueur d'onde de 277 nm. L'eau est utilisée comme comparaison.

L'invention est illustrée par les exemples suivants.

Exemple 1. Pour l'analyse, prise de matière première végétale - écorce de chêne.

Environ 2,0 (pesées avec précision) d'écorce de chêne brute broyée, tamisée à travers un tamis d'un diamètre de trou de 3 mm, est placée dans un ballon d'une capacité de 500 ml, 250 ml d'eau chauffée à ébullition est versée et bouillie pendant 30 minutes au reflux sous agitation périodique. Il est refroidi à température ambiante, porté à 250 ml avec de l'eau, filtré sur coton pour que les particules de la matière première ne pénètrent pas dans l'extrait aqueux. Jeter les 50 premiers ml de filtrat.

2 ml d'extrait aqueux d'écorce de chêne sont placés dans une fiole jaugée d'une capacité de 50 ml, portée au trait avec de l'eau (solution 1). La densité optique de la solution 1 est mesurée à une longueur d'onde de 277 nm. L'eau est utilisée comme comparaison. D 1 pour l'écorce de chêne est de 0,595.

30 ml d'extrait aqueux sont placés dans un récipient doseur d'une capacité de 50 ml, ajouter 2 ml de réactif de précipitation, agiter 30 minutes, décanter, filtrer. 2 ml du filtrat obtenu sont transférés dans un ballon d'une capacité de 50 ml, porté au trait avec de l'eau (solution 2). La densité optique de la solution 2 est mesurée à une longueur d'onde de 277 nm. L'eau est utilisée comme comparaison. D 2 pour l'écorce de chêne est de 0,276.

Exemple 2. Pour l'analyse, pris le matériel végétal des rhizomes en spirale.

Environ 2,0 (pesés avec précision) de la matière première broyée du rhizome de la bobine, tamisée à travers un tamis d'un diamètre de trou de 3 mm, est placé dans un ballon d'une capacité de 500 ml, 250 ml d'eau chauffée à ébullition sont versés et bouillir 30 minutes à reflux sous agitation périodique. Il est refroidi à température ambiante, porté à 250 ml avec de l'eau, filtré sur coton pour que les particules de la matière première ne pénètrent pas dans l'extrait aqueux. Jeter les 50 premiers ml de filtrat.

1 ml d'extrait aqueux du rhizome du coil est placé dans une fiole jaugée d'une capacité de 50 ml, portée au trait avec de l'eau (solution 1). La densité optique de la solution 1 est mesurée à une longueur d'onde de 277 nm. L'eau est utilisée comme comparaison.

30 ml d'extrait aqueux sont placés dans un récipient doseur d'une capacité de 50 ml, 7 ml du réactif de précipitation sont ajoutés, agités pendant 60 minutes, décantés, filtrés. 1 ml du filtrat obtenu est transféré dans un ballon d'une capacité de 50 ml, porté au trait avec de l'eau (solution 2). La densité optique de la solution 2 est mesurée à une longueur d'onde de 277 nm. L'eau est utilisée comme comparaison.

La méthode proposée améliore la précision de la détermination de la teneur en tanins dans les matières premières végétales et détermine sélectivement les tanins précipités et non précipités dans les matières premières végétales.

Méthode de détermination des tanins dans les matières premières végétales en termes d'acide gallique, qui consiste dans le fait qu'un échantillon de matières premières est extrait à l'eau lors de l'ébullition, refroidi, filtré, la densité optique d'un échantillon aliquot est mesurée à une longueur d'onde de 277 nm, et la teneur de la somme de tous les tanins est calculée à l'aide de la formule :

où x a - la teneur de la somme des tanins en termes d'acide gallique,% ;

50 - le volume du flacon, ml;
508 - taux d'absorption spécifique de l'acide gallique (densité optique d'une solution d'acide gallique à 1% 1 mg / ml);
W - teneur en humidité des matières premières,%,
une solution de collagène à 1 % dans de l'acide acétique à 1 % est ajoutée à un échantillon aliquote du filtrat, secoué, filtré, la densité optique du filtrat est mesurée à une longueur d'onde de 277 nm, et la teneur en tanins précipités est calculée à l'aide du formule:

où X est la teneur en tanins précipités exprimé en acide gallique, % ;
D 1 - densité optique de la solution 1;
D 2 - densité optique de la solution 2;
m nav - poids d'un échantillon de matières premières, g;
V a est le volume de l'échantillon aliquote, en ml ;
250 - volume total d'extraction, ml;
50 - le volume du flacon, ml;
508 - taux d'absorption spécifique de l'acide gallique (densité optique d'une solution d'acide gallique à 1% 1 mg / ml);
W - teneur en humidité des matières premières,%.

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